1樓：笨笨熊**輔導及課件
1.蛋白質與考馬斯亮藍g-250結合在2min左右的時間內達到平衡，完成反應十分迅速；
2.其結合物在室溫下1h內保持穩定。
3.該法試劑配製簡單，操作簡便快捷，反應非常靈敏，靈敏度比lowry法還高4倍，可測定微克級蛋白質含量，測定蛋白質濃度範圍為0～1,000μg/ml，是一種常用的微量蛋白質快速測定方法。
考馬斯亮藍g-250測定蛋白質含量屬於染料結合法的一種。考馬斯亮藍g-250在遊離狀態下呈紅色，最大光吸收在488nm；當它與蛋白質結合後變為青色，蛋白質-色素結合物在595nm波長下有最大光吸收。其光吸收值與蛋白質含量成正比，因此可用於蛋白質的定量測定。
2樓：匿名使用者
它與蛋白質的疏水微區相結合，這種結合具有高敏感性，同時操作簡單，快速，干擾因素少
3樓：匿名使用者
考馬斯亮蘭g-250在酸性溶液時呈棕紅色，當與蛋白質結合後變為藍色，且在蛋白質一定濃度範圍內符合比爾定律，可在595nm處比色測定。在3～5分鐘即成大量吸收，至少穩定1小時。在10～1000μg/ml範圍內，吸光值與蛋白質濃度成正比。
是目前常用方法之一。比較精確和方便快捷。
考馬斯亮藍法測定可溶性蛋白質含量的優缺點?
4樓：匿名使用者
bradford法的突出優點是：
（1）靈敏度高，據估計比lowry法約高四倍，其最低蛋白質檢測量可達1mg。這是因為蛋白質與染料結合後產生的顏色變化很大，蛋白質－染料複合物有更高的消光係數，因而光吸收值隨蛋白質濃度的變化比lowry法要大的多。
（2）測定快速、簡便，只需加一種試劑。完成一個樣品的測定，只需要5分鐘左右。由於染料與蛋白質結合的過程，大約只要2分鐘即可完成，其顏色可以在1小時內保持穩定，且在5分鐘至20分鐘之間，顏色的穩定性最好。
因而完全不用像lowry法那樣費時和嚴格地控制時間。
（3）干擾物質少。如干擾lowry法的k 、na 、mg2 離子、tris緩衝液、糖和蔗糖、甘油、巰基乙醇、edta等均不干擾此測定法。
此法的缺點是：
（1）由於各種蛋白質中的精氨酸和芳香族氨基酸的含量不同，因此bradford法用於不同蛋白質測定時有較大的偏差，在製作 標準曲線時通常選用 g—球蛋白為標準蛋白質，以減少這方面的偏差。
（2）仍有一些物質干擾此法的測定，主要的干擾物質有：去汙劑、 triton x-100、十二烷基硫酸鈉（sds）和0.1n的naoh。
（如同0.1n的酸干擾lowary法一樣）。
（3）標準曲線也有輕微的非線性，因而不能用beer定律進行計算，而只能用標準曲線來測定未知蛋白質的濃度。
5樓：隗霓鄞葳
在酸性條件下，考馬斯亮蘭g-250染料與蛋白質疏水區結合，導致最大吸收峰由465
nm變為595
nm，同時顏色也由棕色變為藍色,該藍色化合物顏色的深淺與蛋白質濃度的高低成正比關係。將蛋白質樣品或稀釋的bsa
與bradford試劑混合，測量在595
nm處的吸收值，在建立由一系列稀釋的bsa建立的標準曲線的情況下，蛋白質的濃度可以根據標準曲線而確定。
考馬斯亮藍g-250（coomassie
brilliant
blue
g-250）測定蛋白質含量屬於染料結合法的一種。在遊離狀態下呈紅色，最大光吸收在488nm；當它與蛋白質結合後變為青色，蛋白質-色素結合物在595nm波長下有最大光吸收。其光吸收值與蛋白質含量成正比，因此可用於蛋白質的定量測定。
蛋白質與考馬斯亮藍g-250結合在2min左右的時間內達到平衡，完成反應十分迅速；其結合物在室溫下1h內保持穩定。該法是2023年bradford建立，試劑配製簡單，操作簡便快捷，反應非常靈敏，靈敏度比lowry法還高4倍，可測定微克級蛋白質含量，測定蛋白質濃度範圍為0～1
000μg/ml，最小可測2.5μg/ml蛋白質，是一種常用的微量蛋白質快速測定方法。
考馬斯亮藍有g250和r250兩種。其中考馬斯亮藍g250由於與蛋白質的結合反應十分迅速，常用來作為蛋白質含量的測定。考馬斯亮藍r250與蛋白質反應雖然比較緩慢，但是可以被洗脫下去，所以可以用來對電泳條帶染色。
考馬斯亮藍法測定蛋白質含量流程：
該方法用於大多數蛋白質的定量是比較精確的，但不適用於小分子鹼性多肽的定量。如核糖核酸酶或溶菌酶。去汙劑的濃度超過0．2%影響測定結果。
如tritonx-100、sds、np-40等。
1．bradford濃染液的配製：將100mg考馬斯亮藍g-250溶於50ml
95%乙醇，加入100ml85%的磷酸，然後，用蒸餾水補充至1000ml，此染液放4℃至少6個月保持穩定。
2．標準曲線蛋白質樣本的準備：儘量使用與待測樣本性質相近的蛋白質作為標準品，例如測定抗體，可用純化的抗體作為標準。如果待測樣本是未知的，也可用抗體作為標準蛋白。
通常在20ug—150ug/100ul之間繪製標準曲線。
3．將待測樣本溶於緩衝溶液中，該緩衝溶液應與製作標準曲線的緩衝溶液相同(最好用pbs)。
4．按1：5用蒸餾水稀釋濃染料結合溶液，如出現沉澱，過濾除去。
5．每個樣本加5ml稀釋的染料結合溶液，作用5～30min。染液與蛋白質結合後，將由紅色變為藍色，在595nm波長下測定其吸光度。注意，顯色反應不得超過30min．
6．根據標準曲線計算待測樣本的濃度。
注意：考馬斯亮藍和**中蛋白質通過範德華力結合，反應快速，並且穩定，無法用普通試劑洗掉。待一兩週左右，皮屑細胞自然衰老脫落即可無礙。
考馬斯亮藍顯色法的基本原理是根據蛋白質可與考馬斯亮藍g-250
定量結合。當考馬斯亮藍
g-250
與蛋白質結合後，其對可見光的最大吸收峰從
465nm
變為595nm。在考馬斯亮藍
g-250
過量且濃度恆定的情況下，當溶液中的蛋白質濃度不同時，就會有不同量的考馬斯亮藍
g-250
從吸收峰為
465nm
的形式轉變成吸收峰為
595nm
的形式，而且這種轉變有一定的數量關係。一般情況，當溶液中的蛋白質濃度增加時，顯色液在
595nm
處的吸光度基本能保持線性增加，因此可以用考馬斯亮藍
g-250
顯色法來測定溶液中蛋白質的含量。長期以來，人們一直習慣用
lowry
法來測定蛋白質濃度，
但近些年來，
越來越多的人開始用考馬斯亮藍
g-250顯色法來測定蛋白質濃度，與
lowry
法相比，該方法具有下列優點：①方法簡單，只需一種顯色液。②反應迅速，只需一步反應，顯色可在
5min
之內完成。③干擾少，許多被認為對
lorwy
法有干擾的物質（如糖、緩衝液、還原劑和絡合劑）不影響該方法。儘管該方法有如此多的優點，但在實際應用中也有其缺點，如線性關係不很好，因此使用該方法測定蛋白質濃度時應特別注意。
6樓：
優點：染色簡單迅速，干擾物質少，靈敏度高。
缺點：一般風光光度法都有較大的機器誤差（重複性較差），為了資料準確需要每次進行標準曲線的測定。
生物測定常用試劑：sds和triton對該方法有干擾，限制了該法的使用。
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